Ein neuartiger magnetoelastischer Nanobiosensor für den hochempfindlichen Nachweis von Atrazin

Einführung

Mit der rasanten Entwicklung von Industrie und Landwirtschaft wurden immer mehr Umweltschadstoffe in die ökologische Umwelt freigesetzt [1], was breite Besorgnis über entsprechende Forschungen auslöste [2, 3]. In den letzten Jahren wurden Herbizide in zunehmendem Maße zur Verbesserung der Qualität und des Ertrags in der Landwirtschaft eingesetzt, aber viele Herbizide können über Jahre hinweg in Wasser und Böden aktiv bleiben und schwere Umweltbelastungen verursachen [4]. Die Belastung durch Herbizide hat aufgrund ihrer ökologischen Belastung im Wasser oder in landwirtschaftlichen Produkten große Aufmerksamkeit auf sich gezogen [5]. Unter den Herbiziden wird Atrazin (2-Chlor-4-ethylamino-6-isopropylamino-1,3,5-triazin) weltweit am häufigsten zur Bekämpfung von breitblättrigen Pflanzen und grasartigen Unkräutern eingesetzt [6].

Obwohl Atrazin eine gewisse Hemmwirkung auf einige mehrjährige Unkräuter hat, ist es als Umweltschadstoff hochgiftig [7] und kann Gesundheitsrisiken für Menschen und andere Tierarten verursachen [8]. Langfristig hohe Konzentrationen von Atrazin können die Gesundheit von Mensch und Tier beeinträchtigen, wie Krebs, Geburtsfehler, Herz- und Leberschäden [9, 10]. Die USA, die Europäische Union und Japan haben Atrazin alle in die Liste der endokrin wirksamen Chemikalien aufgenommen [11]. In den USA erlaubt die Environmental Protection Agency (EPA) den zulässigen Grenzwert von 3 µg/L (Lifetime Health Advisory Level) von Atrazin im Trinkwasser [12]. Daher ist es notwendig, Atrazin bei niedrigen Konzentrationen genau zu quantifizieren.

Viele konventionelle Analysetechniken wurden für den Atrazinnachweis entwickelt, darunter LC gekoppelt mit Massenspektrometrie (LC-MS) [13], Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) [14] und Gaschromatographie gekoppelt auch mit Massenspektrometrie (GC-MS ) [15], aber diese Methoden haben auch einige Einschränkungen, wie hohe Kosten, Notwendigkeit großer Instrumente, schlechte Selektivität und zeitaufwändig [16].

Als drahtlose massenempfindliche Plattform wurde der magnetoelastische (ME) Sensor aus ME-Material aufgrund seiner entscheidenden Vorteile von geringen Kosten, hoher Empfindlichkeit, geringerer Größe und Benutzerfreundlichkeit für verschiedene Anwendungen weit entwickelt [17, 18]. Derzeit werden ME-Sensoren normalerweise aus amorphen ferromagnetischen Legierungsmaterialien wie Metglas 2826 MB (Fe₄₀ Ni₃₈ Mo₄ B₁₈ ) [19]. Unter den von außen angelegten magnetischen Wechselfeldern und statischen Magnetfeldern vibriert das ME-Material in Längsrichtung auf seiner Resonanzfrequenz [20] und erzeugt eine magnetische Flussdichte, die von einer Aufnehmerspule ohne direkte physikalische Verbindung drahtlos erfasst werden kann [21]. Nach Gl. (1) [22], die Grundresonanzfrequenz f ₀ abhängig von der Materiallänge L , Dichte ρ , Elastizitätsmodul E , und Poisson-Zahl v .

Eine kleine zusätzliche Massenbelastung ∆m abgeschieden auf der ME-Materialoberfläche der Masse M (∆m ≪ M ) bewirkt eine Verschiebung der Resonanzfrequenz (∆f ), die durch Gl. (2) [23].

Basierend auf den obigen einzigartigen Eigenschaften des ME-Materials nimmt die Resonanzfrequenz des ME-Materials mit einer Zunahme der zusätzlichen Massenbelastung ab. So wurden die ME-Materialien durch ihre Funktionalisierung mit einem Sensorfilm für die physikalische, chemische und biologische Analyse entwickelt, wie zum Beispiel die Detektion von Stress/Druck [24], Temperatur/Feuchtigkeit [25], Kohlendioxid [26], Endotoxin [27], Salmonella typhimurium/Bacillus anthracis Sporen [28] und Escherichia coli O157:H7 [29]. Unseres Wissens wurde jedoch keine Anwendung des ME-Materials auf den Atrazin-Nachweis angewendet.

In dieser Forschung schlugen wir unter Nutzung seiner hervorragenden Eigenschaften und Vorteile zunächst einen drahtlosen ME-Nanobiosensor vor, der das ME-Material als Substrat und Gold-Nanopartikel (AuNPs) als Beschichtung verwendet, für den Atrazin-Nachweis auf ppb-Niveau auf der Grundlage des direkten kompetitiven Immunoassays Verfahren. Im Vergleich zur kovalent-zufälligen Antikörper-Immobilisierung ist die kovalent-orientierte Strategie vorteilhafter, um die Empfindlichkeit des Nanobiosensors zu verbessern. Da Protein A eine interessante Alternative ist, um spezifisch an die Fc-Immunglobulin-Region des Antikörpers zu binden, wurde es für die orientierte Immobilisierung des Atrazin-Antikörpers verwendet [30], was die höchste Immobilisierungsdichte ergibt, um eine bessere Antigenbindungseffizienz zu zeigen und die Leistung des Nanobiosensors zu verbessern [31]. Der direkte kompetitive Immunoassay für Atrazin wurde durch orientierte Immobilisierung von Atrazin-Antikörper an Protein A, das kovalent auf der AuNPs-beschichteten ME-Materialoberfläche modifiziert wurde, konstruiert, gefolgt von der kompetitiven Reaktion von Atrazin-Albumin-Konjugat (Atr-BSA) und Atrazin mit dem Atrazin-Antikörper. Atr-BSA wurde induziert, um die Signalantworten zu verstärken, was wiederum die Empfindlichkeit des Nanobiosensors signifikant erhöht. Die Effizienz des ME-Nanobiosensors wurde bewertet und zeigte, dass ein neuer ME-Nanobiosensor zum Nachweis von Spurenkonzentrationen von Atrazin erfolgreich entwickelt wurde.

Materialien und Methoden

Materialien

Atrazin-Antikörper, Atrazin-Albumin-Konjugat-Antigen (Atr-BSA), Atrazin und Protein A wurden von EastCoast Bio (Maine, USA) bezogen. Simazin, Prometryn und Dichlordiphenyltrichlorethan (DDT) wurden von Chengdu Huaxia Chemical Reagent Co., Ltd. bezogen. Cysteamin, 1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimidhydrochlorid (EDC), N -Hydroxysulfosuccinimid (NHS), Rinderserumalbumin (BSA, 99%) und phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS-Puffer, pH =7,4) wurden von Sigma-Aldrich Corporation (Saint Louis, MO, USA) bezogen.

ME-Nanobiosensor-Herstellung

Vorbereitung der ME-Nanosensor-Plattform

ME-Materialbänder aus Metglas-Legierung 2826 (Fe₄₀ .) Ni₃₈ Mo₄ B₁₈ ) wurden von Honeywell Corporation (Morristown, NJ, USA) bezogen und unter Verwendung einer computergesteuerten Laserschneidmaschine in 5 mm ×   1 mm ×   0,028 mm geschnitten. Um organischen Film und Ablagerungen zu entfernen, wurden die ME-Bänder jeweils 10 min in Aceton und Ethanol mit Ultraschall gereinigt und in entionisiertem Wasser gespült, dann in einem Stickstoffstrom getrocknet (Abb. 1a). Eine ~100 nm dicke Schicht aus Chromnanopartikeln wurde auf beide Seiten der ME-Bandoberfläche gesputtert, um die Haftung zwischen den AuNPs und der Bandoberfläche zu verbessern. Anschließend wurden beide Seiten der chrombeschichteten ME-Bandoberfläche mit AuNPs besputtert, um die Biokompatibilität zu verbessern und das Band vor Oxidation und Korrosion zu schützen. Das Rasterelektronenmikroskop (REM)-Bild in Abb. 1 zeigte, dass die auf das ME-Band aufgetragenen AuNPs kugelförmig waren. AuNPs und -SH können leicht die Au-S-Bindung bilden. Abgesehen von ihren attraktiven Vorteilen des niedrigen Preises, der Nichtkorrosion, der Biokompatibilität und der Nichttoxizität [32] können AuNPs eine ausgezeichnete Schnittstelle für die Modifikation chemischer oder biologischer Erkennungselemente bieten [33, 34]. Anschließend wurden die ME-Bänder in einem Vakuumofen bei 200 °C für 2 h getempert, um innere Eigenspannungen abzubauen und die Haftung der AuNPs-Schicht an den ME-Bändern zu fördern. Dann waren die ME-Nanosensor-Plattformen fertig und bereit für die Immobilisierung von Atrazin-Antikörpern (Abb. 1b).

Die schematische Darstellung der Abläufe der ME-Nanobiosensor-Funktionalisierung:(a ) das bloße ME-Band; (b ) die AuNPs-Beschichtung; (c ) die SAM-Schicht; (d ) die Protein A-Immobilisierung; (e ) die Antikörper-Modifikation; (f ) BSA-Blockierung; (g ) Atrazin und Atr-BSA kompetitiv mit dem Antikörper kombiniert; REM-Aufnahme der AuNPs-beschichteten Nanosensoroberfläche

Immobilisierung von Atrazin-Antikörper

Die mit AuNPs beschichteten Nanosensorplattformen wurden mit Aceton, Isopropanol, entionisiertem Wasser und Ethanol jeweils 5 min lang mit Ultraschall gereinigt und unter einem Stickstoffstrom getrocknet. Anschließend wurden die Nanosensorplattformen 12 h bei Raumtemperatur in eine Cysteaminlösung (10 mM) getaucht, um eine selbstorganisierte Monoschicht (SAM) zu erhalten (Abb. 1c). Das Protein A (1 mg/ml) wurde mit 4 mg/ml EDC-4 mg/ml NHS für 30 min bei Raumtemperatur aktiviert. Danach wurde das aktivierte Protein A auf den SAM-modifizierten Nanosensoren für 30 min bei 37 °C inkubiert und mit PBS-Puffer gespült (Abb. 1d). Die Nanosensor-Plattformen wurden dann mit Atrazin-Antikörper für 50 min inkubiert und mit PBS-Puffer gewaschen (Abb. 1e). Um eine unspezifische Adsorption zu verhindern, wurden die mit Atrazin-Antikörper beschichteten Nanosensoren 30 Minuten lang mit 0,5% BSA weiterbehandelt und dann mit PBS-Puffer gespült, um ungebundenes BSA zu entfernen, und unter einem Stickstoffstrom getrocknet. Schließlich wurden die ME-Nanobiosensoren für die Atrazin-Detektion hergestellt (Abb. 1f).

Signalmessung

Die Resonanzfrequenz des ME-Nanobiosensors wurde unter Verwendung einer um ein Fläschchen gewickelten Aufnehmerspule zusammen mit einem Vektornetzwerkanalysator (AV3620A, 41st Institute of CETC, Qingdao, China) gemessen, wie in Abb. 2 schematisch dargestellt Magnetfeld wurde der mit der Pickup-Spule verbundene Netzwerkanalysator im S₁₁ . betrieben Modus zum Bereitstellen eines gewobbelten Frequenzsignals an die Spule, und er kann das von der Spule reflektierte Signal überwachen. Zusätzlich wurde ein von einem Stabmagneten erzeugtes statisches Magnetfeld angelegt, um das Resonanzverhalten zu verbessern. Die Nanobiosensoren wurden vertikal und drahtlos (ohne jegliche Drahtverbindungen mit Messsystem) in das Fläschchen mit 30 µL zu testenden Probenlösungen eingesetzt. Alle Experimente wurden bei Raumtemperatur (25 ± 2 °C) im Lösungsmittelsystem PBS (0,1 M, pH 7,4) durchgeführt. Die Resonanzfrequenz des Nanobiosensors kann durch die Messung des S₁₁ . bestimmt werden Parameter, der alle 5 min überwacht und aufgezeichnet wurde.

Die schematische Darstellung des drahtlosen ME-Nanobiosensor-Messsystems

Ergebnisse und Diskussion

Charakterisierung der Nanobiosensor-Oberflächenmorphologie

Die Beobachtung der Nanobiosensoroberfläche mit einem Rasterkraftmikroskop (AFM, ND-100, Park System, Korea) wurde durchgeführt, um den Immobilisierungseffekt des Atrazin-Antikörpers zu untersuchen. AFM-Bilder des AuNPs-beschichteten Nanobiosensors und der Antikörper-modifizierten Nanobiosensor-Oberfläche sind in Abb. 3a bzw. b dargestellt. Es ist klar, dass die erhöhte Oberflächenrauhigkeit auf den kovalent immobilisierten Atrazin-Antikörper zurückzuführen ist. Eine umfassende Analyse der Topographie der AFM-Querschnitte zeigt, dass der mit AuNPs beschichtete Nanobiosensor eine Höhenvariation von 13.421 nm aufweist; jedoch stieg der Wert nach der Antikörpermodifikation auf 28,425 nm an. Da bekannt ist, dass der Durchmesser des Antikörpermoleküls etwa 15 nm beträgt, wird offensichtlich gefolgert, dass die Immobilisierung des Atrazin-Antikörpers erfolgreich ist.

AFM-Bilder von (a ) die AuNPs-beschichteten und (b ) Antikörper-modifizierte Nanobiosensor-Oberfläche

Optimierung für die Konzentration des Atrazin-Antikörpers

Die Immobilisierungskonzentration des Antikörpers hat einen wichtigen Einfluss auf die Sensitivität des Nanobiosensors. Daher war es notwendig, die Resonanzfrequenzantwort des Nanobiosensors mit verschiedenen Immobilisierungskonzentrationen von Atrazin-Antikörper (25 μg/ml, 50 μg/ml, 75 μg/ml, 100 μg/ml) zu bewerten. Aus Abb. 4 können wir sehen, dass die Resonanzfrequenzverschiebung bei 50 μg/ml ihr Maximum erreicht hat. Als die Konzentration des Atrazin-Antikörpers auf 75 µg/ml stieg, begann die Reaktion aufgrund der sterischen Hinderung und der elektrostatischen Abstoßung abzunehmen [35]. Das heißt, der 50 &mgr;g/ml Atrazin-Antikörper kann eine relativ gesättigte Immobilisierung erreichen. Somit waren 50 μg/ml die optimale Konzentration des Atrazin-Antikörpers für die Immobilisierung.

Die Frequenzantwort des ME-Nanobiosensors bei unterschiedlichen Immobilisierungskonzentrationen des Atrazin-Antikörpers (0 μg/ml, 25 μg/ml, 50 μg/ml, 75 μg/ml, 100 μg/ml)

Optimierung für die Konzentration von Atr-BSA

Bei der Immunreaktion konkurrierten Atrazin und Atr-BSA um die begrenzte Anzahl von Atrazin-Antikörperstellen auf der Nanobiosensoroberfläche. Daher beeinflusst bei der optimalen Konzentration des Atrazin-Antikörpers für die Immobilisierung die Arbeitskonzentration von Atr-BSA als wichtiger Faktor die Empfindlichkeit des Nanobiosensors. Der Optimierungsprozess wurde untersucht, indem die Resonanzfrequenzantwort des ME-Nanobiosensors auf Atr-BSA verschiedener Konzentrationen (20 µg/mL, 40 µg/mL, 60 µg/mL, 80 µg/mL) bestimmt wurde. Wie in 5 angegeben, wurde die maximale Reaktion bei 40 μg/ml beobachtet. Daher wurden bei der folgenden Bestimmung 40 μg/ml Atr-BSA verwendet.

Die Frequenzantwort des ME-Nanobiosensors auf Atr-BSA verschiedener Konzentrationen (20 μg/ml, 40 μg/ml, 60 μg/ml, 80 μg/ml)

Atrazin-Erkennung

Abbildung 6 zeigt den Echtzeit-Frequenzgang des ME-Nanobiosensors, gemessen in der Probenmischung von 15 µL Atr-BSA (40 µg/mL) und 15 µL Atrazin mit unterschiedlichen Konzentrationen (0 ng/mL, 1 ng/mL, 10 ng .). /ml, 100 ng/ml, 1000 ng/ml, 10 µg/ml, 50 µg/ml, 100 µg/ml). Wie in Abb. 1g gezeigt, verbinden sich Atrazin und Atr-BSA kompetitiv mit dem auf der Nanobiosensor-Oberfläche immobilisierten Antikörper, was wiederum zu einer Erhöhung der Massenbelastung auf der Nanobiosensor-Oberfläche führt, was zu einer Abnahme der Resonanzfrequenz bei der Inkubation führt Zeit. Aus Fig. 6 wird deutlich, dass die stationäre Reaktion im Allgemeinen nach etwa 50 min erreicht wird. Die Atr-BSA-Konzentration und die Anzahl der Atrazin-Antikörperstellen wurden festgelegt, sodass die Menge an gebundenem Atr-BSA auf dem Nanobiosensor umgekehrt proportional zur Konzentration von Atrazin in der Lösung war. Das Molekulargewicht von Atr-BSA ist größer als das von Atrazin. Daher ändert sich die Resonanzfrequenz des Nanobiosensors umgekehrt mit der Konzentration von Atrazin in der Lösung. Wie in Fig. 6 gezeigt, nahmen die Geschwindigkeit und Größe der Resonanzfrequenzverschiebung mit steigenden Atrazinkonzentrationen ab, und eine höhere Atrazinkonzentration kann eine kleinere Resonanzfrequenzverschiebung induzieren. Abbildung 6 Kurve * stellt eine Hintergrundreaktion des leeren Kontrollsensors (ohne Atrazin-Antikörper-Immobilisierung) auf Atr-BSA dar, die ungefähr 48 Hz weit unter dem Detektionssignal liegt, was darauf hinweist, dass die unspezifische Adsorption ignoriert werden kann. Somit kann die Atrazinkonzentration durch die Resonanzfrequenzverschiebung des drahtlosen ME-Nanobiosensors mit einem umgekehrt proportionalen Verhältnis nachgewiesen werden.

Echtzeit-Frequenzantworten bei verschiedenen Atrazinkonzentrationen im Bereich von 0 bis 100 µg/ml. * Die Blindkontrollantwort (ohne Atrazin-Antikörper-Immobilisierung) auf Atr-BSA

Die Standardkalibrierungskurve für den Nachweis von Atrazin auf dem ME-Nanobiosensor während der ersten 50 min ist in Abb. 7 dargestellt. Für jede Konzentration wurden die Nanobiosensor-Kalibrierungsexperimente fünfmal unter identischen Bedingungen durchgeführt. Es zeigt sich, dass die Resonanzfrequenzverschiebung linear zum Logarithmus der Atrazinkonzentrationen im Bereich von 1 ng/ml bis 100 µg/ml ist, was durch ∆f . dargestellt werden kann = 54.717 log C _Atrazin − 442,45 (R ² = 0,971). Die berechnete Empfindlichkeit beträgt 3,43 Hz/μg mL ⁻¹ . Aus Abb. 7 ist ersichtlich, dass die Nachweisgrenze (LOD) mit 1 ng/mL deutlich niedriger ist als die in der US-EPA angegebene obere zulässige Grenze für Atrazin von 3 µg/L, die dem derzeit verfügbaren Standard entspricht. Außerdem ist die Nachweisgrenze offensichtlich niedriger als die der zuvor berichteten Methoden [36, 37]. Es wurde gezeigt, dass ein kostengünstiger, drahtloser und hochempfindlicher Nanobiosensor erfolgreich für den Echtzeitnachweis von Atrazin etabliert wurde.

Kalibrierungskurve:die 50-Minuten-Verschiebung der Resonanzfrequenz als Funktion verschiedener Atrazinkonzentrationen

Da Atrazin das kleine Molekül ist, wurde ein direkter kompetitiver Immunoassay-Ansatz verwendet, um die Empfindlichkeit des ME-Nanobiosensors zu verbessern. Beim direkten kompetitiven Immunoassay wird der Antikörper auf der Sensoroberfläche modifiziert und die Signalantwort resultiert aus der Bindung des Atr-BSA-Moleküls. Umgekehrt wird Atr-BSA im indirekten kompetitiven Immunoassay auf der Sensoroberfläche immobilisiert und die Reaktion resultiert aus der Bindung von Antikörpermolekülen. Nach Literaturrecherchen [38] und unseren Ergebnissen ist der direkte kompetitive Immunoassay für das Monitoring kleiner Moleküle geeignet. Der indirekte kompetitive Immunoassay ist hochempfindlich gegenüber der Analytprobe mit Spurenkonzentration [39]. Der indirekte kompetitive Immunoassay weist zwar eine höhere Sensitivität auf [40, 41], kann jedoch kompliziert in der Bedienung und für den wiederholten, zuverlässigen Einsatz schwierig zu implementieren sein [36]. Der direkte kompetitive Immunoassay ist jedoch sehr schnell, einfach zu verwenden und in sich geschlossen – keine zusätzlichen Reagenzien erforderlich [36]. Daher könnte für die zukünftige Entwicklung der direkte kompetitive Immunoassay die vielversprechendste Methode sein.

ME-Nanobiosensor-Spezifität

Die Spezifität des ME-Nanobiosensors gegenüber Atrazin wurde untersucht, indem die Reaktionen des Nanobiosensors auf einige andere Pestizide wie Prometryn, Simazin und DDT bestimmt wurden, wie in Abb. 8 gezeigt. Aus Abb. 8 war ersichtlich, dass der ME-Nanobiosensor auf diese nur geringe Reaktionen zeigte Interferenzen aufgrund unspezifischer Absorption, und die Reaktionen auf Prometryn und Simazin waren etwas stärker als bei DDT, das ein ähnliches Reaktionsniveau wie die Blindlösung aufwies. Dies kann daran liegen, dass sowohl Prometryn als auch Simazin ähnliche Strukturen wie Atrazin aufweisen, das zu Triazin-Pestiziden gehört; DDT ist jedoch eine Art von chlororganischen Insektiziden. Die Ergebnisse zeigten, dass Atrazin effektiv erkannt und mit dem auf der Nanobiosensoroberfläche immobilisierten Antikörper spezifisch kombiniert wurde. Somit zeigte der ME-Nanobiosensor eine starke Spezifität für den Atrazin-Nachweis.

Resonanzfrequenzgang des ME-Nanobiosensors auf andere Störstoffe mit einer Konzentration von 100 μg/mL

ME-Nanobiosensor-Stabilität

Abbildung 9 zeigt die Stabilität des ME-Nanobiosensors gegenüber der Atrazin-Detektion. Sechs der gleichen ME-Nanobiosensoren wurden präpariert und bei 4 °C gelagert, wobei jeder bis 6 Tage jeden zweiten Tag auf 10 ng/ml Atrazin getestet wurde. In jedem einzelnen Detektionszyklus wurde nur ein Nanobiosensor 50 min lang getestet. Es ist klar, dass die Resonanzfrequenzantworten der Nanobiosensoren nahezu konstant bleiben und die relative Standardabweichung (RSD) mit 1,8 % berechnet wird. Das Ergebnis zeigt, dass der ME-Nanobiosensor eine ausgezeichnete Stabilität für den Atrazin-Nachweis aufweist.

Stabilitätsmessungen von 10 ng/mL Atrazin auf dem ME-Nanobiosensor

Schlussfolgerungen

Ein drahtloser ME-Nanobiosensor basierend auf ME-Materialien und AuNPs wurde erfolgreich für den hochempfindlichen Echtzeit-Nachweis von Atrazin unter Verwendung des kompetitiven Immunoassays entwickelt. Die orientierte Immobilisierung des Atrazin-Antikörpers durch Protein A verbesserte die Leistung des Nanobiosensors. Atr-BSA mit schwerer Molekülmasse und Atrazin kombinierten kompetitiv mit Atrazin-Antikörper auf der Nanobiosensoroberfläche, was die Signalantworten verstärkte, was wiederum die Empfindlichkeit verbesserte. Die hauptsächlich durch das gebundene Atr-BSA induzierte Resonanzfrequenzverschiebung ist umgekehrt proportional zur Zielkonzentration von Atrazin. Außerdem wurden die Arbeitskonzentrationen von Atrazin-Antikörper und Atr-BSA auf 50 μg/ml bzw. 40 μg/ml optimiert. Unter optimalen Bedingungen zeigt der ME-Nanobiosensor weitgehend lineare Bestimmungsbereiche für Atrazin von 1 ng/mL bis 100 µg/mL mit einer zufriedenstellenden Empfindlichkeit von 3,43 Hz/µg mL ⁻¹ und die Nachweisgrenze von 1 ng/ml, die für die gesetzlichen Anforderungen ausreichend ist und niedriger ist als bei anderen berichteten Methoden. AFM-Bilder bestätigten, dass der Atrazin-Antikörper erfolgreich orientiert auf der Nanobiosensoroberfläche immobilisiert wurde. Die experimentellen Ergebnisse zeigen, dass der ME-Nanobiosensor eine hohe Spezifität und Stabilität gegenüber Atrazin aufweist. Die Studie profitierte von ihren Auswirkungen auf Nachweisgrenzen, Einfachheit, Wegwerfeigenschaften und drahtloser Natur und schlug nicht nur eine neue Methode für den hochempfindlichen Nachweis von Atrazin vor, sondern zeigte auch ihre potenzielle Praktikabilität für die Erkennung anderer Umweltschadstoffe und die Überwachung der Wasserqualität auf.

Abkürzungen

AFM:

Rasterkraftmikroskop

Atr–BSA:

Atrazin-Albumin-Konjugat-Antigen

AuNPs:

Goldnanopartikel

BSA:

Rinderserumalbumin

DDT:

Dichlordiphenyltrichlorethan

EDC:

1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimid-Hydrochlorid

ICH:

Magnetoelastisch

NHS:

N -Hydroxysulfosuccinimid

PBS:

Phosphatgepufferte Kochsalzlösung

SAM:

Selbstorganisierte Monoschicht

SEM:

Rasterelektronenmikroskop

US-EPA:

Umweltschutzbehörde in den Vereinigten Staaten