Verbesserung der Zelladhäsion auf Polyetheretherketon (PEEK) durch Goldbeschichtung und Argon-Plasmabehandlung

Zusammenfassung

Polyetheretherketon (PEEK) bietet außergewöhnliche chemische Stabilität und biomechanische Kompatibilität für biomedizinische Implantate, doch seine hydrophobe, bioinerte Oberfläche behindert die Zellhaftung. In dieser Studie untersuchten wir den synergistischen Effekt von Argon-Plasmaaktivierung und Gold-Sputterbeschichtung auf PEEK-Oberflächen, um eine nanostrukturierte Grenzfläche zu schaffen, die die Adhäsion und Ausbreitung von mausembryonalen Fibroblasten fördert. Oberflächeneigenschaften – Polarität, Chemie und Topografie – wurden durch Gravimetrie, Goniometrie, Röntgenphotoelektronenspektroskopie (XPS), elektrokinetische Analyse und Rasterkraftmikroskopie (AFM) quantifiziert. Zelluläre Reaktionen wurden durch Adhäsionsassays, Fluoreszenzbildgebung und Rasterelektronenmikroskopie (REM) bewertet. Die Ergebnisse zeigen, dass Plasmaexposition polare Gruppen erzeugt und den Oberflächen-Sauerstoff erhöht, während Goldabscheidung die Benetzbarkeit weiter verbessert und eine nanostrukturierte metallische Schicht einführt. Insbesondere korreliert die Dicke der Goldbeschichtung direkt mit verbesserter Zelladhäsion, und kontinuierliche Goldschichten von 150–300 s Abscheidung bieten die günstigste Umgebung für Fibroblastenproliferation. Diese Ergebnisse unterstützen den kombinierten Plasma-Gold-Ansatz als gangbare Strategie zur Verbesserung der biologischen Leistung von PEEK in orthopädischen und spinalen Implantatanwendungen.

Hintergrund

Altersbedingte Gelenkdegeneration führt zu Frakturen, Arthritis und Knochentumoren und treibt die Nachfrage nach zuverlässigen orthopädischen Implantaten an. Traditionelle Metalllegierungen wie Titan und Cobalt-Chrom werden für ihre Festigkeit und Korrosionsbeständigkeit geschätzt, doch ihr hoher Modul führt oft zu Stress Shielding und anschließender Knochenresorption [1–3]. Polymeralternativen – UHMWPE, PTFE, PMMA, PLA, PGA, PHB – werden weit verbreitet eingesetzt, weisen aber allgemein die für lasttragende Anwendungen erforderliche mechanische Robustheit nicht auf [4, 5]. Polyetheretherketon (PEEK), ein teilkristalliner aromatischer Thermoplast, schließt diese Lücke, indem er einen Modul nahe dem Kortikalknochen, ausgezeichnete chemische und thermische Stabilität und bewährte Biokompatibilität bietet [6–13]. Seine inhärente Hydrophobie und Bioinertheit limitieren jedoch Proteinadsorption und Zelladhäsion, was Oberflächenmodifikationsstrategien erforderlich macht.

Oberflächenanpassung kann durch Plasmaaktivierung oder Metallsputtern erreicht werden. Plasmapbehandlung führt reaktive Spezies ein, die die Oberflächenchemie verändern, ohne die Masseneigenschaften zu beeinträchtigen [16, 17], während Goldsputtern eine biologisch aktive Schicht bereitstellt, die Zellhaftung verbessert und als Plattform für weitere Funktionalisierung dient [18–20]. Insbesondere Goldnanopartikel unter 100 nm sind bekannt, Zelladhäsion und Proliferation zu fördern [20]. Die vorliegende Arbeit untersucht die Kombination von Argon-Plasmaaktivierung und Gold-Sputterbeschichtung, um eine nanostrukturierte PEEK-Oberfläche zu fertigen, die für Fibroblastenwachstum optimiert ist, mit potenziellen Implikationen für spinale und orthopädische Implantate.

Methoden

Materialien und Oberflächenmodifikationen

PEEK-Folien (50 µm dick, Dichte 1,26 g cm⁻³) wurden von Goodfellow Ltd. bezogen. Jede 2 cm Durchmesser Probe wurde zunächst 60 s oder 240 s bei 8,3 W Argon-Plasma (Balzers SCD 050) ausgesetzt. Anschließend wurde die Hälfte jeder Probe mit Gold mittels DC-Argon-Plasma-Sputtern (Strom 40 mA, 15 W) für 30 s, 150 s oder 300 s beschichtet, wodurch Goldschichten von 30–300 s Abscheidezeit erzielt wurden. Proben wurden bei 24 °C, 40–60 % Luftfeuchtigkeit bis zum Test gelagert.

Oberflächencharakterisierung

Gravimetrie

Golddicke wurde durch Massezuwachs quantifiziert, gemessen mit einer Mettler Toledo UMX2 Mikrowaage, unter Verwendung der Schüttdichte von Gold. Zehn Replikate pro Bedingung ergaben <15 % Messfehler.

Wasserbenetzungswinkel

Benetzbarkeit wurde mit einem Drop Shape Analysis System DSA 100 gemessen. Zweimikroliter-Tropfen wurden auf gealterte Proben (14 Tage) aufgebracht und Kontaktwinkel nach 2 s Verzögerung aufgezeichnet. Jede Probe wurde mindestens siebenmal an drei Replikaten gemessen, und der Mittelwert ± SD wurde berichtet.

Röntgenphotoelektronenspektroskopie

XPS-Spektren wurden mit einem Omicron ESCAProbeP Spektrometer erhalten. Ein 2 × 3 mm² Bereich wurde unter Ultravakuum analysiert, mit Fokus auf C 1s, O 1s und Au 4f Peaks. Drei unabhängige Messungen pro Probe lieferten <10 % Fehler.

Zeta-Potenzial

Elektrokinetisches Potenzial wurde in 1 mM KCl und phosphatgepuffertem Salin (PBS, pH 7,4) mit einem Anton Paar SurPASS gemessen. Zwei-Folien-Paare (20 × 10 mm²) wurden in eine 100 µm Spaltzelle platziert. Der Strömungsstrom wurde dreimal pro Probe aufgezeichnet und die Helmholtz-Smoluchowski-Gleichung angewendet. Alle Messungen erfolgten an 14 Tage gealterten Proben.

Rasterkraftmikroskopie

AFM-Bildgebung (Bruker VEECO CP II) im Tapping-Modus mit RTESPA-CP-Sonden enthüllte die Oberflächenmorphologie über 1 × 1 µm² Bereiche. Mehrere Scans bestätigten die Reproduzierbarkeit. Proben waren 14 Tage gealtert.

Induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie

Goldauslaugung in PBS (pH 7,4) wurde durch ICP-MS (Agilent 8800) quantifiziert. Proben wurden bei 37 °C für 6, 24 und 72 h in befeuchtetem 5 % CO₂ inkubiert. Auslaugungen wurden 1:8 verdünnt und mit <3 % Unsicherheit analysiert.

Zellkultur und Zytokompatibilitätstests

Mausembryonale Fibroblasten (L929) wurden in DMEM mit 10 % FBS und 2 mM L-Glutamin bei 37 °C, 5 % CO₂ kultiviert. Sterilisierte PEEK-Scheiben wurden in 12-Well-Platten montiert; 30.000 Zellen pro Well wurden ausgesät. Zelladhäsion wurde nach 6 h bewertet, während Proliferation nach 24 h und 72 h überwacht wurde. Experimente wurden in Triplikaten durchgeführt.

Fluoreszenzmikroskopie

Nach Inkubation wurden Zellen mit 4 % Formaldehyd fixiert, für F-Aktin (Phalloidin-Atto 565) und Kerne (DAPI) gefärbt und abgebildet. Bilder wurden an 14 Tage gealterten Proben aufgenommen.

Rasterelektronenmikroskopie

REM (Tescan LYRA3 GMU) im Sekundärelektronenmodus visualisierte Zellmorphologie auf reinem PEEK, plasma-behandeltem/goldbeschichtetem PEEK und Glasdeckgläsern (Kontrolle). Zellen wurden mit Karnovsky-Lösung fixiert, durch abgestuftes Ethanol dehydriert, mit 10 nm Gold beschichtet und bei 10 µm Maßstäben abgebildet.

Ergebnisse und Diskussion

Alle Analysen wurden an 14 Tage gealterten Proben durchgeführt, um den stabilisierten Oberflächenzustand nach Plasma- und Goldabscheidung zu erfassen. Plasmapbehandlung induzierte einen moderaten Anstieg der Oberflächenrauheit und erzeugte polare Funktionsgruppen, wie durch AFM- und XPS-Daten belegt. Bemerkenswert stiegen die Kontaktwinkel leicht nach Plasmaexposition (von 79,5° auf ~95°), sanken jedoch nach Goldbeschichtung erheblich, was auf verbesserte Hydrophilie hinweist.

Gravimetrische Messungen zeigten eine 2-fache Erhöhung der PEEK-Ablation, wenn die Plasmaexposition von 60 s auf 240 s verlängert wurde, was den höheren Energieeintrag widerspiegelt. Umgekehrt führte Goldsputtern bei 150 s und 300 s zu kontinuierlichen Schichten, die die Haftung von Gold auf dem Polymer verbesserten.

XPS-Analyse zeigte einen klaren Trend: Plasmapbehandlung reduzierte den Oberflächen-Kohlenstoffgehalt und erhöhte Sauerstoff, was die Einführung polarer Gruppen bestätigt. Die nachfolgende Goldabscheidung verringerte die Signalsignaturen und erhöhte die Goldsignaturen, mit den stärksten Goldsignaturen für die 300-s-gesputterten Proben.

AFM-Bilder demonstrierten, dass längere Plasmaexposition eine rauhere Oberfläche erzeugte, was wiederum die Bildung größerer, gleichmäßigerer Goldcluster während des Sputterns erleichterte. Die 30-s-Goldschichten bildeten diskontinuierliche Inseln, während 150-s- und 300-s-Beschichtungen kontinuierliche Filme mit erhöhter Rauheit ergaben.

Zeta-Potenzial-Messungen zeigten, dass Plasmaaktivierung die Oberflächenladung erhöhte (negativer) in sowohl KCl als auch PBS, während Goldbeschichtung das Potenzial zu weniger negativen oder leicht positiven Werten verschob. Der Effekt war in PBS aufgrund der höheren Ionenstärke ausgeprägter, was anzeigt, dass die konstruierte Oberflächenchemie auf physiologische Bedingungen reagiert.

ICP-MS-Daten zeigten, dass dünne Goldschichten (30 s) höhere Goldkonzentrationen in PBS freisetzten, wahrscheinlich aufgrund ihrer diskontinuierlichen Natur. Im Gegensatz dazu setzten kontinuierliche 300-s-Beschichtungen vernachlässigbares Gold frei, was die potenzielle Zytotoxizität reduziert.

Zelluläre Assays bestätigten die überlegene Leistung von plasma-behandeltem und goldbeschichtetem PEEK. Nach 6 h war die Zelladhäsion auf reinem PEEK mit Gewebekulturplastik vergleichbar, aber die Adhäsion auf plasma-behandelten Oberflächen stieg an. Nach 72 h wurden die besten Ergebnisse für 60-s-Plasma + 300-s-Gold und 240-s-Plasma + 300-s-Gold beobachtet, wo kontinuierliche Goldfilme ein förderliches Substrat für Fibroblastenproliferation boten. Dünne Goldschichten (30 s) ergaben die niedrigsten Zellzahlen, korrelierend mit höherer Goldauslaugung.

REM-Bilder bestätigten diese Ergebnisse und zeigten gut ausgebreitete, elongierte Fibroblasten auf den optimierten Oberflächen, während Zellen auf dünnschichtigen Gold abgerundete Morphologien aufwiesen, die auf schlechte Adhäsion hinweisen.

Schlussfolgerungen

Argon-Plasmaaktivierung gefolgt von Gold-Sputterbeschichtung passt PEEK-Oberflächen effektiv für biomedizinische Nutzung an. Plasmaexposition für 240 s verdoppelt die Oberflächenablation und führt polare Gruppen ein, während Goldschichten von 150–300 s kontinuierliche nanostrukturierte Filme absetzen, die Benetzbarkeit, Oberflächenladung und Fibroblastenadhäsion signifikant verbessern. Dünne Goldschichten sind aufgrund höherer Metallfreisetzung und reduzierter Zellproliferation ungeeignet. Insgesamt liefert der kombinierte Plasma-Gold-Ansatz ein PEEK-Material mit verbesserter Zytokompatibilität, geeignet für orthopädische und spinale Implantatanwendungen.

Abkürzungen

AFM:

Rasterkraftmikroskopie

CO₂:

Kohlenstoffdioxid

DAPI:

4′,6-Diamidino-2-phenylindol-dihydrochlorid

DMEM:

Dulbeccos modifiziertes Eagle-Medium

FBS:

Fetales Kälberserum

ICP-MS:

Induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie

KCl:

Kaliumchlorid

L929:

Mausembryonale Fibroblasten

PBS:

Phosphatgepuffertes Salin

PEEK:

Polyetheretherketon

PGA:

Polyglycolid

PHB:

Polyhydroxybutyrat

PLA:

Poly(l-laktid)

PMMA:

Polymethylmethacrylat

PTFE:

Polytetrafluorethylen

REM:

Rasterelektronenmikroskopie

TCPS:

Gewebekultur-Polystyrol

UHMWPE:

Ultra-hochmolekulares Polyethylen

WCA:

Wasserbenetzungswinkel

XPS:

Röntgenphotoelektronenspektroskopie